1 | P á g i n a
Diversidad genética de papa nativa cultivada (solanum sp.) que
preservan los agroecosistemas de tres comunidades de
Huancavelica – Perú
Genetic diversity of cultivated native potato (solanum sp.) That preserves the agroecosystems of three
communities of Huancavelica – Peru
Jorge Manuel Montalvo Otivo1
Recibido: 22 de Marzo del 2024 / Aceptado: 16 de abril del 2024
RESUMEN
La papa (Solanum sp.) y sus parientes silvestres pertenecen a la sección Petota. La delimitación de especies de
esta sección es complicada debido a varios niveles de ploidía, alta heterocigocidad y frecuente hibridación
interespecífica; la diversidad genética de papa nativa en el entorno agroecológico andino, es sujeto a procesos
dinámicos fundamentalmente entre la cultura tradicional campesina y el medio ambiente.
El propósito, fue estudiar la diversidad genética de papas nativas cultivadas (Solanum sp.) a nivel molecular,
que preservan los agroecosistemas de tres comunidades de la Región Huancavelica en Perú.
Se sembró 131 colectas; usando 12 marcadores moleculares microsatélites nucleares “SSR”, se registró: 116
alelos en 12 cromosomas, e identificó 51 haplotipos: 45 en Santa Cruz de Paccho Molinos, 20 en Chanquil, 16
en Huayanay con un 61.1 % de duplicados.
El análisis de Varianza Molecular muestra que el 99,3% de la variación total se encuentra dentro de las
comunidades, y entre comunidades es 0.70 %, existe variación genética en las colecciones de los agricultores;
el índice de fijación (Fst = 0,07%) indicó la baja estructuración genética, por tanto, existe individuo o
individuos diferentes dentro de cada comunidad.
Esta variación genética, debe ser usada en programas de mejoramiento genético.
Palabras claves: Solanum, diversidad, genotipos, haplotipos, microsatélites.
ABSTRACT
The potato (Solanum sp.) and its wild relatives belong to the Petota section. Species delimitation of this section
is complicated due to various ploidy levels, high heterozygosity, and frequent interspecific hybridization; The
genetic diversity of native potatoes in the Andean agroecological environment is subject to dynamic processes
mainly between traditional peasant culture and the environment.
The purpose was to study the genetic diversity of cultivated native potatoes (Solanum sp.) at the molecular
level, which preserve the agroecosystems of three communities in the Huancavelica Region in Peru.
131 collections were planted; Using 12 nuclear microsatellite “SSR” molecular markers, 116 alleles were
recorded on 12 chromosomes, and 51 haplotypes were identified: 45 in Santa Cruz de Paccho Molinos, 20 in
Chanquil, 16 in Huayanay with 61.1% duplicates.
The Molecular Variance analysis shows that 99.3% of the total variation is found within communities, and
between communities it is 0.70%, there is genetic variation in farmers' collections; The fixation index (Fst =
0.07%) indicated low genetic structuring, therefore, there is a different individual or individuals within each
community.
This genetic variation must be used in genetic improvement programs.
Keywords: Solanum, diversity, genotypes, haplotypes, microsatellites.
1. INTRODUCCIÓN
Si bien la papa es considerada como uno de los
alimentos más importantes a nivel nacional y
mundial, para promover su uso es necesario
analizarlos, ya que lo que no se conoce no se puede
utilizar (Sevilla & Holle, 2004). Ciertas variedades
Revista de Investigación Científica Siglo XXI (2024)
https://doi.org/10.54943/rcsxxi.v4i2.548
Vol. 4, Núm. 2, pp. 1 - 10
ARTÍCULO ORIGINAL
Jorge Manuel Montalvo Otivo
jorge.montalvo@unh.edu.pe
1 Universidad Nacional de Huancavelica
2 | P á g i n a
mejoradas liberadas en los últimos 70 años
tuvieron una vida muy efímera; se han lanzado más
de 70 nuevas variedades, de las cuales 2 o 3 han
sido exitosas; de esta larga lista, hay muchas
variedades, pese haber tenido un inicio muy
auspicioso, causando expectativa e interés de los
agricultores, tuvieron una vigencia breve por
mostrar una adaptación insatisfactoria a ciertas
condiciones ecológicas y susceptibilidad marcada
a una plaga (Mendoza, 2011). La Región
Huancavelica en Perú es portadora de una riqueza
incalculable de papas nativas y constituye fuente
de recurso fitogenético, para el mejoramiento
vegetal e ingeniería genética (CIP & FEDECH,
2006; De Haan, 2009; INEI, 2011). La diversidad
genética de papa nativa en el entorno
agroecológico andino, es sujeto a procesos
dinámicos fundamentalmente entre la cultura
tradicional campesina y el medio ambiente. El 70%
de la producción nacional rural de papa se ubica
entre los 2 800 hasta los 4 500 msnm, se realiza
bajo régimen de precipitación pluvial, y es
afectado constantemente por extremos cambios
bióticos y abióticos causada por el cambio
climático (Tapia, 2003).
Por tanto, la única forma de obtener genes
cuantitativos y cualitativos de producción,
resistencia y calidad, es de la agrobiodiversidad
autóctono andino; lugar donde existe mayor
diversidad genética, preservan los recursos
fitogenéticos y cultivan en condiciones cambiantes
del clima (Tapia, 2003).
En Perú, con tanta diversidad genética (Sevilla &
Holle, 2004), no se tiene aún caracterizada la
diversidad por regiones y mucho menos por
comunidades; cada comunidad presenta un número
diferente de especies. Existen variedades de papa
nativa que todavía no están caracterizadas,
inventariadas; no pertenecen a alguna colección de
bancos de germoplasma, mucho menos conocemos
el grado de parentesco “similaridad genética”,
entre ellas (Sevilla & Holle, 2004; De Vicente y
Fulton, 2004).
Es necesario cuantificar la diversidad genética de
papa nativa (Solanum sp.) que preservan los
agroecosistemas del Perú y usarlos en programas
de conservación, mejora vegetal y seguridad
alimentaria (Tapia, 2003; Bernardo, 2015; Roca,
2015). La presente investigación es parte de la
evaluación de la diversidad genética de papa nativa
cultivada de la Región Huancavelica.
El propósito fue estudiar la diversidad genética de
papas nativas cultivadas (Solanum sp.) a nivel
molecular, que preservan los agroecosistemas de
tres comunidades de la Región Huancavelica en
Perú.
2. MATERIAL Y MÉTODOS
La ubicación geográfica es de tres comunidades; donde se colectó e identificó a los custodios que conservan
alta diversidad de papa nativa.
Tabla 1. Ubicación y número de colectas de papa nativa de la región Huancavelica.
Región Huancavelica
Provincia
Distrito
Comunidad
altitud
latitud
longitud
Colectas,
instaladas
y
estudiadas
Acobamba
Paucará
Santa Cruz de
Paccho
Molinos
4050 m
12° 41' 11.74'' S
74° 41' 01.17'' O
58*
Rosario
C. P. Chanquil
3792 m
12° 45' 44.46'' S
74° 39' 08.95'' O
24*
Anta
Huayanay
3906 m
12° 48' 17.80'' S
74° 39' 58.77'' O
22*
Fuente: elaboración propia.
* Se logró extraer ADN en todos los cultivares instalados, no se tuvo ninguna perdida de cultivo.
La metodología de investigación, se llevó a cabo
en tres fases: campo, laboratorio y gabinete.
a. Fase de campo:
Se sembró: 8 tubérculos por colecta,
identificado con su nombre común y separados
con tarwi.
b. Fase de laboratorio:
Para la extracción de ADN se usó el método
CTAB a pequeña escala (CIP, 2004): se pesó
220 mg de muestra foliar en tubos ependor de
2 ml y se mezcló con el tampón CTAB al 2%,
mercaptoetanol, más una esfera cerámica; la
3 | P á g i n a
homogeneización se hizo en el Fastprep 5G.
Terminado el proceso, el ADN fue secado a
temperatura ambiente por 2 horas y se
resuspendió en 150 µl de tampón T10E1. La
digestión con ARNasa se realizó una vez que el
ADN estuvo completamente resuspendido en
T10E1; se agregó 3 µl de ARNasa a cada
muestra y se incubó a 37 ºC durante 1 hora y
media. El ADN extraído se cargó en gel de
agarosa al 1% y se realizó la electroforesis a 90
voltios por 1 hora. Los geles se prepararon con
agarosa (al 1%, grado molecular) y tampón
TBE 1x. Se utilizaron moldes medianos con
capacidad para 2 peines de 20 pozos. Previo a
cargar las muestras al gel, se mezcló 1.5 µl de
ADN con 10 µl del tinte (sab 1X: Gel red, 1:5),
la calidad del ADN se valoró por observación
de las bandas (forma y grosor). La forma nos
indicó cuán íntegro estaba el ADN; bandas
difusas o presencia de un barrido indicó que el
ADN estaba degradado. El grosor indicó
cuánto de ADN había sido extraído,
comparándose con controles de peso conocido
100, 200, 400 pb. En aquellos casos donde se
observaron rastros difusos de ARN (smear), las
muestras se volvieron a digerir con ARNasa. El
ADN extraído se cuantificó con el equipo
Epoch cargándose 2 µl del blanco (tampón
T10E1) y 2 µl de muestra (con repetición); la
absorbancia del espectrofotómetro estuvo a
230, 260 y 280 nm, dándonos la concentración
de la muestra en ng/µl; el software Gen5
registra los resultados del Epoch en un archivo
Excel. Se calculó el promedio de las 2
repeticiones y se dividió entre 3 (factor de
corrección) para determinar la concentración
de las muestras. Las muestras se diluyeron con
agua libre de nucleasas hasta alcanzar una
concentración de 5 ng/µl, volumen de 180 µl en
placas de PCR de 96 pocillos (CIP. 2004).
El método de amplificación PCR se usó 12 de
los 24 marcadores micro satélites que
conforman el set de Identificación Genética de
(CIP, 2004; Ghislain et al., 2004, 2009;
Ashkenazi et al., 2001). Se siguió los
programas de amplificación estandarizados de
acuerdo a la temperatura óptima de unión de
cada iniciador a la región flanqueante del
microsatélite (Ghislain et al. 2004, 2006, 2009,
Spooner et al. 2007, De Haan et al. 2013). Se
repartió 5 µl de “Master Mix” en una placa para
PCR de 96 pocillos y se adicionó 5 µl de ADN
(concentración de 5 ng/µl). Los procesos se
realizaron sobre hielo para evitar degradación
del ADN y los reactivos sensibles al calor. Las
muestras de ADN de las papas nativas se
amplificaron en un volumen final de 10 µl
(CIP, 2004). Terminada la amplificación, se
agregó 5 µl del tampón de carga Blue Stop
Solución a cada pocillo de la placa y se cubrió
con papel aluminio para que la luz no degrade
los fluoróforos, los cuales marcaron los
fragmentos amplificados. La detección se los
segmento de amplificados de ADN, se detectó
con el método de poliacrilamida 6%; urea 7M,
y una tinción con nitrato de plata (CIP 2004).
El software de análisis SAGA GT registró los
alelos SSR; tomó en cuenta aquellas bandas
que mostraron una morfología definida
(Ghislain et al., 2004, 2009). Se registraron los
datos de los diferentes alelos en una matriz
binaria: a los presentes se les asignó el valor de
1 y a los ausentes el valor de 0. Cuando las
muestras no presentaron amplificación en SSR
dado, estas se consideraron como datos
perdidos y se asignó el valor 9 para todos los
alelos encontrados para ese SSR en las demás
muestras (Ghislain et al., 2004, 2009). Al final
el programa reportó tamaños de alelos de un
microsatélite encontrados por muestra. Este
reporte se transfirió a un archivo Excel para
generar la matriz de unos y ceros. A partir de
los resultados moleculares, se construyó la
matriz básica de datos moleculares “MBDmo”
“doble estado”; se analizó su similitud y
construyó el dendográma, se calculó la matriz
cofenética y su correlación en cada punto (test
Mantel) (Soto, 2006).
c. Fase de gabinete
El trabajo de gabinete fue realizado en las
instalaciones de la Universidad Nacional de
Huancavelica, julio del 2020 a marzo 2023. Se
utilizó, el paquete de software NTSYSpc 2.2
(Rohlf, 1998) para calcular la distancia
genética y construir el dendográma. También
se utilizó el software Arlequin 3.5.2.2, para
analizar estadísticamente el número de alelos,
la frecuencia de haplotipos y el análisis de
varianza molecular (análisis no paramétrico
AMOVA) (Gonzales, 2016).
3. RESULTADOS
3.1. COLECCIÓN DE PAPAS NATIVAS
Se colectó 131 cultivares de papa nativa en tres comunidades de la Región Huancavelica “Santa Cruz
de Paccho Molinos, Chanquil y Huayanay”, se instaló las colectas en cada comunidad (Tabla 1).
3.2. PERFIL GENÉTICO DISTINTIVO DE CADA CULTIVAR
4 | P á g i n a
La correlación en cada comunidad es alta, según la matriz cofenética y de similaridad, que va de 90.0%
a 95.0%.
Tabla 2. Análisis del Correlación, t-test Mantel y diversidad molecular.
Comunidad
correlación:
r =
Mantel
t-test:
t =
p. val
Colectas
Haplotipos
únicos
Genotipos
duplicados
N° de loci
polimórfico
media
heterocigotos
Santa Cruz de
Paccho
Molinos
0.9
16.2
1
85
45
40
99
0.2111
C. P Chanquil
0.93
6.22
1
24
20
4
80
0.262
Huayanay
0.95
11.66
1
22
16
6
58
0.33
Global
0.9
19.78
1
131
51
80
116*
0.2677
Fuente: elaboración propia.
* Se detecto 116 loci, para fines de análisis molecular se consideró como haplotipos.
No existió distorsión de datos
moleculares en las tres comunidades, la
prueba Mantel confirma la correlación de
los datos a un p valor de 1.
Los marcadores moleculares
microsatélites “SSR”, permitió un análisis
más profundo de la estructura y
variabilidad genética de papa nativa y
accedió identificar los haplotipos o perfil
genético distintivo de cada cultivar en
determinadas regiones del ADN y estas
ubicadas en los cromosomas (Figura 1,
tabla 4.).
Según la tabla 2 y tabla 4, se identificó 51
haplotipos (cultivares únicos): 45 en
Santa Cruz de Paccho Molinos, 20 en
Chanquil, 16 en Huayanay, con un 61.1 %
de duplicados (Tabla 2, tabla 4 y Figura
1); estos haplotipos indican la presencia o
ausencia de un determinado marcador
molecular SSR en las regiones del ADN,
ubicados en los cromosomas de Solanum
sp.
Por un lado; De Haan (2009) empleó 18
SSR polimórficos para estudiar 989
accesiones en la zona norte, centro y sur
de la Región Huancavelica y encontró 406
cultivares únicos (De Haan, 2009; De
Haan et al., 2013).
Por otro lado, Montalvo (2019),
caracterizó 425 entradas de papa nativa
(Solanum sp.), con 12 SSR, en la zona
centro de la Región Huancavelica e
identificó 198 genotipos a un coeficiente
de similitud de 1 y 50.1% de duplicados.
La presente investigación, identificó 51
haplotipos (cultivares únicos), De Haan
(2009) que encontró 406 cultivares
únicos, Montalvo (2019) encontró 198
cultivares únicos; esta diferencia puede
explicarse por la cantidad de cultivares
que tienen estas comunidades, ubicación,
urbanización, tamaño de la muestra,
distanciamiento de las investigaciones,
desplazamiento del cultivo, perdida de
estos cultivos o erosión genética.
3.3. IDENTIFICACION DE
HETEROCIGOTOS Y LOCI
POLIMORFICOS.
Los loci polimórficos en las tres
comunidades, va de 58 a 99 loci de los
116 identificados, es un indicativo de la
alta tasa de multi-locus encontrados en
cada microsatélite estudiado (tabla 2); la
figura 3, presentó la distribución de
frecuencia en cada locus por comunidad y
en la comunidad de Santa Cruz de Paccho
Molinos, se tuvo la mayor presencia de
locus estudiados, en comparación a las
otras dos.
3.4. Estructuración y variación genética
entre y dentro de las comunidades.
El Análisis de la Varianza Molecular
“AMOVA” (Tabla 3) permitió analizar la
estructuración y variación genética entre
y dentro de las comunidades. La mayor
variación genética, está dentro de las
comunidades 99.30 % y en menor grado
entre comunidades 0.70 %; por tanto,
existe variación genética en las
5 | P á g i n a
colecciones de los agricultores custodios
de la Región Huancavelica, pudiendo existir especies diferentes dentro de las
comunidades.
Tabla 3. Análisis de varianza molecular de provincias y zonas.
F.V
GL
SC
CM
Componentes de
varianza
por ciento de
variación
Entre comunidades
2
25.557
0.010
0.07276 Va
0.70
Dentro de comunidades
128
1320.11
0.981
10.31333 Vb
99.30
Total
130
1345.66
10.386
Fixation Indices
FST: 0.00701
Va and FST:
P (rand. value > obs. value) = 0.15054
P (rand. value = obs. value) = 0.00000 P-value = 0.15054+-
0.01276
Fuente: elaboración propia.
Según la Figura 3 y tabla 3; el índice de
fijación, Fst = 0.7 %, indicó la baja
estructuración genética; por tanto, debe
haber un cultivar o cultivares dentro de
cada comunidad, que pertenezcan a
diferentes especies o estén afectados por
la deriva génica, mutación o migración.
Tabla 4. Haplotipos identificados
Presencia de nucleótidos de determinadas regiones del ADN que son identificadas por el SSR
STCPM001001000000011111111000001000001100000001000100010000000001000000000010000000001
1000000000010
0100000000001000100001000
STCPM002001000000011111111010000000010100000001000010010010000000010001000010000000001
11000000000101000100000101000010001000
STCPM003001000000011111111010000100011100000001000110000010000011000001000010010000000
10000000000000100000001100011000010000
STCPM004001000100011111111000001100011100000011000010011010000011000010000010000100000
10000000100011010000001100000010001100
STCPM005001000000011111111010000100011100000001000110000010000011000001000010010000000
10000000000000100000001100011000010000
STCPM006001000000011111111010100000000100000001000100011000000001010000010010000000001
00000000100100100000000100000010001000
STCPM007001000000011111111010100000011100000011000010001010000001010010000010001000000
10000100100100000100000101000010001000
STCPM008001100000011111111000000100001100000001000110001010000001000010000000010100000
10000000100111100000001100000010001000
STCPM009001000001011111111000001100000100000001000000010010000001000000000001001000000
10000000000000100100000101000010000000
STCPM010001000000011111111010100000011100000011000010001010000001010010000010001000000
10000100100100000100000101000010001000
STCPM011001000000011111111000001000001100000001000100010000000001000000000010000000001
10000000000100100000000001000100001000
STCPM013001001000011111111010100000110100000001011010001010000010000011000011000000000
10000000000100100100000101000010001000
STCPM014001000000011111111010001000000100000001000100010000000001010000010010001000000
10000000000100010000001101000010001000
STCPM015001010000011111111001000100010110000011000110010010000010010001010010000000000
10000010000100100000001101000010001000
STCPM017001000000000000000010100000010100010001000000010010000000010000010000010000001
01000000000000100100000100000001001000
STCPM018001000000011111111000001100010100000010010110011010000001000011000000010000000
10000000100001100100001001010000000100
6 | P á g i n a
STCPM019001000001011111111010000100001000000001000000000010000001000000000010000100000
10000000000000100000000101000100001000
STCPM020001000001011111111010000100001000000001000000000010000001000000000010000100000
10000000000000100000000101000100001000
STCPM021001000000011111111010100000011100000011000010001010000001010010000000000000000
10000100100100000100000101000010001000
STCPM023001000000011111111010100000011100000011000010001010000001010010000010001000000
10000100100100000100000101000010001000
STCPM024001000100011111111000001100011100000011000010011010000011000010000010000100000
10000000100011010100001100000010001100
STCPM025001000000011111111010100000011100000011000010001010000001010010000010001000000
10000100100100000100000101000010001000
STCPM026001000001011111111010001100011000001001000000010010000001000000000011010000000
10000000000000100000000101000010001000
STCPM027001001100111111111000101100110100001011000010010010000011010010000010000110000
10000000000101010100001100000010001000
STCPM028001000001011111111000001100000100000001000000010010000001000000000001001000000
10000000000000100100000101000010000000
STCPM029001000000011111111010100000011100000011000010001010000001010010000010001000000
10000100100100000100000101000010001000
STCPM030001000010011111111000100000011100000010000111010010000001001010000000011000001
00000100100110100000000101000010011000
STCPM032001100000011111111000000100010000000000000010010010000001000010010010000000000
00000100000100000100000100000011000000
STCPM033001000000011111111010100000000100000001000100011000000001010000010010000000001
00000000100100100000000100000010001000
Figura 1. Dendográma molecular de Santa Crtuz de Paccho Molinos , Chanquil y Huyanay.
Fuente: elaboración propia.
COMUNIDAD: CHANQUIL, HUAYANAY, SANTA CRUZ DE PACCHO
DENDOGRAMA DE DATOS MOLECULARES
Coefficient
0.73 0.75 0.77 0.79 0.81 0.82 0.84 0.86 0.88 0.90 0.92 0.94 0.96 0.98 1.00
STCPM001MW
STCPM001
STCPM011
HUAYA18
HUAYA32
STCPM077
STCPM019
HUAYA29
CHANQ14
CHANQ06
STCPM020
STCPM077
STCPM073
CHANQ13
STCPM077
CHANQ19
STCPM035
CHANQ07
HUAYA01
STCPM026
STCPM077
STCPM077
STCPM009
HUAYA19
STCPM028
HUAYA16
HUAYA30
STCPM058
STCPM070
STCPM077
STCPM077
STCPM077
STCPM077
CHANQ01
CHANQ02
CHANQ10
STCPM039
HUAYA20
STCPM077
CHANQ26
HUAYA14
STCPM041
STCPM077
STCPM077
HUAYA05
CHANQ17
HUAYA26
STCPM043
HUAYA09
CHANQ22
STCPM077
STCPM059
STCPM077
CHANQ25
HUAYA17
STCPM006
STCPM033
STCPM077
STCPM014
HUAYA07
STCPM067
STCPM077
CHANQ18
STCPM002
STCPM037
CHANQ11
STCPM077
HUAYA12
CHANQ05
STCPM007
STCPM010
STCPM023
STCPM025
STCPM029
STCPM044
STCPM046
STCPM056
STCPM060
CHANQ21
STCPM021
STCPM045
STCPM062
STCPM048
STCPM013
CHANQ15
STCPM077
STCPM032
STCPM077
STCPM077
STCPM003
STCPM005
STCPM077
CHANQ09
STCPM008
STCPM018
STCPM015
CHANQ12
STCPM071
STCPM049
STCPM068
STCPM064
HUAYA10
HUAYA22
STCPM077
CHANQ16
STCPM004
STCPM024
STCPM063
STCPM027
STCPM047
STCPM034
STCPM077
HUAYA24
CHANQ24
STCPM077
STCPM077
STCPM077
HUAYA23
HUAYA21
HUAYA15
STCPM077
STCPM030
HUAYA03
STCPM051
STCPM077
CHANQ04
STCPM017
STCPM038
STCPM040
CHANQ30
STCPM074
CHANQ29
7 | P á g i n a
Figura 2. Frecuencia de Heterocigotos
Fuente: Elaboración propia
Figura 3. Coeficiente de fijación Fst
Fuente: Elaboración propia
8 | P á g i n a
4. DISCUSIÓN
Los 51 haplotipos (cultivos únicos) identificados
de los 131 cultivos estudiados, pueden ayudar a
resolver problemas actuales de identificación de la
misma variedad a la que se le asignan diferentes
nombres o diferentes variedades bajo el mismo
nombre (es decir, sinonimia y homonimia); en los
bancos de germoplasma mejorarían la eficiencia y
precisión de la identificación de variedades,
proporcionando una base teórica para la futura
identificación, protección y mejoramiento de los
recursos fitogenéticas; por lo tanto se concuerda
con Ouni et. al (2020), Kularb et al, (2022).
Por otro lado, la diferencia de esta investigación
con De Haan (2006, 2009), De Haan et al. (2013)
y Montalvo (2019) es por el número de cultivares
y por la amplitud de comunidades estudiadas.
Se concuerda, la apreciación de tres especies
identificadas en la Región de Huancavelica,
identificadas por De Haan (2006, 2009), De Haan
et al. (2013) y Montalvo (2019) Gavrilenko et al.
(2013) y Ovchinnikova et al. (2011); por tanto, no
solo existe diversidad genética también existe
diversidad de especies.
La variación genética de papa nativa cultivada, se
encontró en las colectas de los agricultores
custodios, mas no entre comunidades ni distritos.
Los resultados obtenidos respaldan los hallazgos
por De Haan (2009), De Haan et al. (2013) y
Montalvo (2019), considerar que el departamento
de Huancavelica, existe mayor variación dentro de
los conservacionistas, que entre las comunidades
(Excoffier & Lischer, 2010; De vicente & Fulton,
2004).
Es oportuno y prioritario el análisis molecular,
citogenético y morfológicos, para apoyar la
reclasificación de las papas cultivadas en cuatro
especies: (i) S. tuberosum, con dos grupos de
cultivares (grupo Andigenum de genotipos andinos
de tierras altas que contienen diploides, triploides
y tetraploides, y el grupo Chilotanum de
variedades locales tetraploides chilenas de tierras
bajas); (ii) S. ajanhuiri (diploide); (iii) S.
juzepczukii (triploide); y (iv) S. curtilobum
(pentaploide); y poder reconfirmar lo propuesto
por Gavrilenko et al. (2013) y Ovchinnikova et al.
(2011).
El análisis de ADN es el método más poderoso
(Ouni et. al 2020; Kularb et al, 2022), y el PCR con
marcadores microsatelites SSR ofrecen ventajas de
operación simple, buen polimorfismo, bajo costo,
con alta especificidad y replicabilidad; lo que los
convierte en una herramienta adecuada para la
construcción de huellas genética. Las huellas
genéticas ofrecen rica información sobre
polimorfismos con un alto grado de especificidad
individual y estabilidad ambiental. Pueden ayudar
a identificar diferencias biológicas entre
individuos fenotípicamente similares, lo que la
convierte en una poderosa herramienta para
identificar especies, cepas, y es particularmente
adecuada para analizar los recursos fitogenéticos.
5. CONCLUSIONES
Esta investigación, en general proporciona
orientación científica para la identificación,
conservación, y utilización de los recursos
fitogenéticos de papa nativa en la Región
Huancavelica Perú.
Molecularmente se encontraron 51 haplotipos
“fingerprints” a un coeficiente de similitud de “1”:
45 en Santa Cruz de Paccho Molinos, 20 en
Chanquil, 16 en Huayanay con un 61.1 % de
duplicados, confirmándonos que la Región
Huancavelica es uno de los centros de mayor
conservación de la diversidad genética de papa
nativa.
La mayor variación genética en la Región
Huancavelica ocurrió dentro de las comunidades
99.30 % y entre comunidades fue mínima 0.70 %,
existe variación genética en las colecciones de los
agricultores custodios, existiendo también
diversidad de especies.
El análisis molecular, indica la baja estructuración
genética (índice de fijación, Fst = 0.7 %), dando
indicios de la presencia de un cultivar o cultivares
distintos; por tanto, existe especies diferentes entre
comunidades en la Región de Huancavelica.
En estas tres comunidades, existe agricultores que
se conservan alta agrobiodiversidad de papas
nativas; y, cultivadas en sus entornos
agroecológicos. Información que debe ser usada en
programas de mejoramiento genético como
estratégica de seguridad alimentaria.
9 | P á g i n a
6. AGRADECIMIENTOS
A la Universidad Nacional de Huancavelica, al
instituto de investigación de Ciencias e Ingeniería.
A los Docentes, laboratoristas, tesistas de la
Facultad de Ciencias Agrarias.
A los docentes especialistas y laboratoristas de la
Escuela Profesional de Agronomía.
En especial a los tesistas de la Escuela profesional
de Agronomía, que sin su esfuerzo no se podría
haber concluido el presente trabajo.
7. REFERENCIA
Ashkenazi V., Chani E., Lavi U., Levy D., Hillel J.
& Veilleux R. 2001. Development of microsatellite
markers in potato and their use in phylogenetic and
fingerprinting analyses. Genome, 44(1): 50-62.
DOI: https://doi.org/10.1139/g00-096.
Bernardo L. 2015. Distribución espacial y genética
de poblaciones de papas “kurau” (Solanum
tuberosum subsp. andigena) en tres provincias de
la Región Huánuco. s.l., Universidad Nacional
Hermilio Valdizán Huánuco.
CIP (Centro Internacional de la Papa) & FEDECH
(Federación Departamental de Comunidades
Campesinas de Huancavelica). 2006. Catálogo de
variedades de papa nativa de Huancavelica - Perú.
CIP. Lima / Perú.
https://hdl.handle.net/10568/101328.
CIP (Centro Internacional de Papa). 2004.
Protocolos de laboratorio de biotecnología
aplicada. Tipificación genética. Manual de
capacitación.
De Haan S. 2009. Potato Diversity at Height:
multiple dimensions of farmer-driven in-situ
conservation in the Andes. PhD thesis Wageningen
University. The Netherlands.
https://edepot.wur.nl/2715.
De Haan S., Nuñez J., Bonierbale M ., M. & Van
der Maesen J. 2013. A Simple Sequence Repeat
(SSR) Marker Comparison of a Large In- and Ex-
situ Potato Landrace Cultivar Collection from Peru
Reaffirms the Complementary Nature of both
Conservation Strategies. Diversity, 5(3): 505-521.
https://doi.org/10.3390/d5030505.
De Vicente M.C. & Fulton T. 2004 Tecnologías de
marcadores moleculares para estudios de
diversidad genética de plantas: Módulos de
aprendizaje. En: De Vicente M.C. & Fulton T.
(eds.) Módulos de Aprendizaje sobre Marcadores
Moleculares, 1-2 Ed. Vol 1 -2. Instituto
Internacional de Recursos Filogenéticos (IPGRI),
Roma- Italia.
Excoffier L. & Lischer H.E.L. 2010. Arlequin
suite ver 3.5: A new series of programs to perform
population genetics analyses under Linux and
Windows. Molecular Ecology Resources, 10(3):
564-567. https://doi.org/10.1111/j.1755-
0998.2010.02847.x.
Ghislain M, Andrade D., Rodríguez F., Hijmans
R.J. & Spooner D.M. 2006. Genetic analysis o.f the
cultivated potato Solanum tuberosum L. Phureja
Group using RAPDs and nuclear SSRs.
Theoretical and Applied Genetics, 113: 1515-
1527. https://doi.org/10.1007/s00122-006-0399-7.
Ghislain M., Nuñez J., Herrera M., Pignataro J.,
Guzman F., Bonierbale M. & Spooner D. 2009.
Robust and highly informative microsatellite-
based genetic identity kit for potato. Molecular
Breeding, 23: 377-388.
https://doi.org/10.1007/s11032-008-9240-0.
Ghislain M., Spooner D., Rodríguez F., Villamon
F., Nuñez J., Vasquez C., Waugh R. & Bonierbale
M. 2004. Selection of highly informative and user-
friendly microsatellites (SSRs) for genotyping of
cultivated potato. Theoretical and Applied
Genetics, 108: 881-890.
https://doi.org/10.1007/s00122-003-1494-7.
Gómez R. 2000. Guía para las Caracterizaciones
Morfológicas Básicas en Colecciones de Papas
Nativas. CIPotato. Lima - Perú.
Gonzales F. 2016. Análisis multivariado. UACH.
México.
INEI (Instituto Nacional de Estadistica e
informatica). 2011. Evolución de la pobreza [en el
Perú] al 2010. INEI. Perú.
https://www.inei.gob.pe/media/MenuRecursivo/p
ublicaciones_digitales/Est/lib0990/libro.pdf.
Kularb L, Kitiya A, Sompong C, Prakit S. 2022.
Diversidad genética molecular del acervo genético
del frijol alado en Tailandia evaluada mediante
marcadores SSR. Planta hortica J. 2022; 8:81–8.
Mendoza H.A. 2011. Selección de variedades de
papa. Primera edición. Alcántar H. (ed.). Lima –
Perú.
10 | P á g i n a
Montalvo Otivo, J. M. (2019). Diversidad genética
de papa nativa cultivada (Solanum sp) de cuatro
comunidades de Huancavelica-Perú.
Ouni R, Zborowska A, Sehic J, Choulak S,
Hormaza JI, Garkava-Gustavsson L, et al. 2020.
Diversidad genética y estructura del germoplasma
de pera local de Túnez según lo revelado por los
marcadores SSR. Planta hortica J. 2020;6:61–70.
Roca L.A. 2015. Análisis de la diversidad genética
de papas nativas de la zona suroeste del
Departamento de Junín mediante el uso de
marcadores moleculares microsatélites. Tesis para
optar el Título de Biólogo. Universidad Nacional
Agraria La Molina.
http://repositorio.lamolina.edu.pe/handle/UNAL
M/1885.
Rohlf F.J. 1998. NTSYSpc Numerical Taxonomy
and Multivariate Analysis System. User Guide.
Version 2.0. Applied Biostatistics Inc. Setauket /
New York.
Sevilla R., & Holle M. 2004. Recursos genéticos
vegetales. Editorial Luis León Asociados, SRL.
Soto J. 2006. Análisis de la diversidad genética de
papa nativa (Solanum spp.) de los departamentos
de Ayacucho, Cajamarca, Cuzco, Huancavelica y
Puno - Perú, mediante el uso de marcadores
moleculares microsatélites. Tesis para optarl el
Título profesional de Biólogo con Mención n
Biología Celular y Genética. Universidad Nacional
Mayor de San Marcos.
Spooner D., Núñez J., Trujillo G., Herrera MR.,
Guzmán F. & Ghislain M. 2007. Extensive simple
sequence repeat genotyping of potato landraces
supports a major reevaluation of their gene pool
structure and classification. Proceedings of the
National Academy of Sciences of the United States
of America, 104(49): 19398-19403.
https://doi.org/10.1073/pnas.0709796104.
Tapia M. 2003. ¿Es necesaria la conservación in
situ de la agrobiodiversidad? Científicos Peruanos
(CICP). Lima / Perú.
